Kokkoidea

Wollläuse

Kokkoidea Dactylopius coccus Einstufung

Herrschaft	Animalia
Ast	Gliederfüßer
Unter-Embr.	Hexapoda
Klasse	Insekten
Unterklasse	Pterygota
Infrarot-Klasse	Neoptera
Superbestellung	Endopterygota
Auftrag	Hemiptera
Unterordnung	Sternorrhyncha

Tolle Familie

Coccoidea
Handlirsch , 1903 Cochenille auf einem Zitronenbaum und seine zinnenbewehrten Ovisac

Die Skala Insekten ( Coccoidea ) eine Form super-Familie von Insekten Hemiptera des suborder von Sternorrhyncha .

Es gibt fast 8.500  Arten, die in 21 bis 24 Familien unterteilt sind. Sie leben in einer Vielzahl von Lebensräumen; von den Tundras (ca. 2000 bekannte Arten in der paläarktischen Zone) bis zum Äquator . Diese Insekten wurden früher „Pflanze namens  Läuse “ wegen ihrer Mundwerkzeuge in einen transformierten stechend Rostrum so dass sie die saugen Saft , entweder der Saft für bestimmte Gruppen entwickelt, saugte in den Bast , oder rohe Saft genommen aus dem Körper. Xylem , während einige Arten saugen Flüssigkeit aus dem Zellparenchym ab . Diejenigen, die in warmen Tropen leben, sind größer als diejenigen in gemäßigten Zonen. Weibchen produzieren normalerweise eine große Menge an Hautsekreten (Wachse oder Lacke), die sie schützen und manchmal vollständig bedecken.

Coccoidea ernähren sich von einer Vielzahl von Pflanzen , daher gelten die meisten von ihnen als Schädlinge .

Schildläuse sind weit verbreitete Insekten oder sind häufig oder sogar lokal invasiv geworden , deren Ökologie jedoch noch wenig verstanden ist.

Evolutionsgeschichte

In der Evolutionsgeschichte scheinen Wollläuse um die Mitte des Mesozoikums (vor 140 Millionen Jahren) aufzutreten . Sie waren wahrscheinlich Teil der Wurffauna und es wird vermutet, dass sie Myzelien gefressen haben . Bestimmte Gruppen von Margarodidae (Insekten 10 bis 15  mm ) waren bereits in der Unterkreide (vor –100 Millionen Jahren) vielfältig . Wollläuse sind zu Parasiten von Blütenpflanzen geworden, indem sie sich mit einigen von ihnen gemeinsam entwickelt haben. Cochenille hat oft eine wechselseitige Beziehung zu Ameisen entwickelt, sowie zu Mikroorganismen, die zu ihren Symbionten geworden sind und für sie lebensnotwendige stickstoffhaltige Substanzen produzieren. Bernsteineinschlüsse aus dem Tertiär ( Eozän , Oligozän und Miozän ) (vor –55 Millionen Jahren) haben Vertreter fast aller heute existierenden Gruppen erhalten.

Einstufung

Die Cochenille-Überfamilie (Coccoidea) umfasst Hemiptera der Unterordnung Sternorrhyncha . Es ist eine monophyletische Gruppe , eine der 4 Schwestergruppen von Sternorrhynchus (die anderen 3 sind Blattläuse (Aphidoidea), Weiße Fliegen (Aleyrodoidea) und Psylloidea (Psylloidea).

Beschreibung

Maßstab Insekten sind alle Parasiten von Pflanzen , mit starkem Sexualdimorphismus . Das erwachsene Männchen ist ein geflügeltes Insekt mit nur einem Paar Vorderflügeln. Seine Hinterflügel sind auf Strukturen reduziert, die Hamulo-Hanteln genannt werden , entwickelte Antennen und Beine ( einartikulierte Tarsen ). Er hat keine Mundwerkzeuge und lebt nur ein bis zwei Tage, Zeit um sich fortzupflanzen. In den meisten Cochenille-Familien ist das Weibchen flügellos , hat ein neotenisches Aussehen und kann reduzierte Antennen und Beine haben (viele leben an Pflanzen gebunden). Die weiblichen ähnelt einer Larve -ähnlichen Schale, zu Gall oder mit Wachs bedeckt, während andere , wie die Familien Diaspididae einen Totalverlust der Beine in der erwachsenen weiblichen haben kann, die vollständig an der Anlage befestigt bleibt.

In gemäßigten Zonen messen sie bestenfalls wenige mm, Arten der Gattung Callipappus erreichen jedoch eine Länge von 40  mm . In Afrika wird Aspidoproctus maximus (Lounsbury, 1908) bis zu 35  mm lang und 20  mm breit.

Einige Wollläuse scheiden ein wattig aussehendes Material aus, das aus feinen Wachsfäden oder Wachsschuppen besteht. Einige Arten haben giftigen Speichel: Wenn die Pflanze von einer großen Anzahl von Wollläuse befallen wird, können schwarze Flecken auf den Blättern erscheinen, die Toxinen entsprechen, die sich zu einer kleinen Läsion ansammeln. Das Blatt fällt schließlich ab, rollt sich zusammen, wird je nach Art gelb oder nekrotisch.

Bei einigen sehr kleinen Arten (an der Pflanze schwer zu beobachten und zu bemerken) kann ihre Anwesenheit auf der Ebene der jungen Blätter festgestellt werden: Die Cochenille heftet sich an das junge austretende Blatt, wobei sie den ständigen Safteinfluss ausnutzt, und d 'ein weicheres Material, daher leichter zu durchstechen. Die Folge ist eine Unterentwicklung des neuen Blattes an der Einstichstelle. Rundherum ist das Blatt viel weniger entwickelt und kann aufgrund der Asymmetrie, die durch den lokalen Saftmangel verursacht wird, leicht verformt erscheinen . Wir können überprüfen, ob es sich tatsächlich um Cochenille handelt, indem wir das Blatt je nach Entwicklungsgeschwindigkeit der Pflanze für einige Tage oder einige Wochen an der Pflanze belassen: Das Insekt frisst fast kontinuierlich und produziert seinen Wachsschild: das Ergebnis in einer dünnen Schicht (normalerweise hellbraun) rund um die Kerbe vorhanden. Durch vorsichtiges Abkratzen schälen wir all diese kleinen dünnen Platten auf einen Schlag ab, es sei denn, es sind zwei sehr nahe beieinander. Wenn wir mit einer sehr guten Lupe oder einem kleinen Amateurmikroskop den am Blatt festgeklebten Teil der Platte beobachten, finden wir in der Nähe seiner Mitte die Glieder des Insekts, die es ihm ermöglichten, fest an der Pflanze zu bleiben.

Reproduktion und Lebenszyklus

Das Fortpflanzungssystem innerhalb dieser Gruppe ist sehr heterogen.

Wollläuse sind fast immer ovipar, aber einige Arten sind ovovivipar (die Eier sind bereits embryoniert ) und andere sind vivipar .

Der Hermaphroditismus ist beispielsweise bei einigen Arten von Icerya ( Monophlebidés ) möglich, bei dieser Art, der australischen Cochenille , trägt jedes Individuum sowohl männliche als auch weibliche Fortpflanzungsorgane. Das befruchtete Ei produziert einen Hermaphroditen, und das Ei, das der Selbstbefruchtung (ein seltenes Phänomen) entgeht, wird durch arrhenotoque Parthenogenese ein geflügeltes Männchen hervorbringen . Wir kennen auch mindestens sieben Formen der Parthenogenese bei Cochenille . Mehrere dieser Fortpflanzungsarten können innerhalb einer einzigen Art koexistieren, wodurch sowohl parthenogenetische als auch bisexuelle Linien entstehen. Dies ist in Frankreich zum Beispiel bei Lecanine aus Hartriegel , Lecanine aus Weinrebe , Laus aus Hesperiden oder Cochenille-Komma aus Apfel der Fall .

Die Parthenogenese besteht aus der Entwicklung unbefruchteter Eier; es kann von drei Arten sein:

• Thelytoch- Typ  : unbefruchtete Eier produzieren nur Weibchen; dies ist bei einigen Diaspididae und Margarodidae noch immer der Fall  ;
• fakultativer Typ  : unbefruchtete Eier produzieren Weibchen, aber bisexuelle Fortpflanzung führt zu Individuen beiderlei Geschlechts;
• arrhenotoque- Typ  : Aus der unbefruchteten Eizelle schlüpfen nur Männchen.

Die Befruchtung  : das Auftauchen geschlechtsreifer Männchen auf der Suche nach Weibchen, geleitet von ihren Pheromonen . Sie paaren sich in wenigen Minuten - mehrere Männchen können auf demselben Weibchen beobachtet werden, die sich nacheinander paaren -.

Mealybugs durchlaufen drei Hauptentwicklungsstadien:

• das Ei;
• die weibliche Larve ist mobil, eruciform , mit drei oder vier Larvenstadien: L1, L2 und L3 und möglicherweise L4; das Weibchen hat eine postembryonale sogenannte parametabolische Entwicklung  : ohne Metamorphose, mit Larven, die mehr oder weniger Miniatur-Erwachsenen ähneln, sowohl in ihrer Form als auch in ihrer Lebensweise;
• das Männchen durchläuft fünf Stadien; 1 st und 2 nd Larvenstadien, dann „pre-Puppe“, „ Nymphen  “ und adulten Stadien  . Anders als das Weibchen durchläuft das Männchen eine holometabolische postembryonale Entwicklung  ;
• Erwachsene: Das Weibchen, meistens angehängt, legt zahlreiche sehr kleine Eier, die unter oder hinter ihr abgelegt werden, in einem weißen Wachspolster.

Die Zahl der Generationen pro Jahr variiert je nach Art und Klima. Die Art wird als univoltin bezeichnet, wenn sie nur eine Generation pro Jahr produziert, und als bi-, tri- oder poly-voltin, wenn sie mehrere produziert.

Die Fruchtbarkeit unterscheidet sich je nach Art und Kontext, wie z. B. die Rate des Parasitismus;

• Die Parlatoria (Diaspididen) legt 15 bis 20 Eier pro Weibchen.
• Im Gegensatz dazu legen Eulecanium und Saissetia (wie die schwarze Schuppen des Olivenbaums) bis zu 2000 Eier pro Weibchen, aber die Aspidoproctus (Monophlebidae) können dreimal mehr legen (bis zu etwa 6000).

Mobilität

Das Männchen ist geflügelt und fliegt. Im erwachsenen Zustand ist das Weibchen außer bei Pseudococcidae nicht mobil und ernährt sich, indem es sich an die Stängel oder Blätter bestimmter Pflanzen anheftet , aus denen es den Saft saugt. Einige Familien können weibliche Wollläuse mit entwickelten Anhängseln haben, wie bei den Ortheziidae , während andere Familien wie die Diaspididae beim erwachsenen Weibchen ein vollständiges Verschwinden der Beine haben können, um vollständig an der Pflanze zu bleiben.

Im Nymphenstadium breitet sich dieses Tier aus und besiedelt neue Bäume, andere Pflanzen oder neue Teile seiner Wirtspflanze. Einige Larven 1 st Bühne aktiv bewegen (dies ist beispielsweise der Fall für weiße Cochenille Dattelpalme ( Parlatoria blanchardi Targioni Tozzetti 1868 ). Einige werden durch Wind oder transportiert von Ameisen nähern die ihrer Kolonien ihre sammeln weggetragen Honigtau . Bei der zweites Stadium, in bestimmten Familien wie Coccidae und Kermesidae , siedeln sich die Larven dauerhaft an, bis zu ihrem Tod zum Beispiel bei weiblichen Diaspiden oder bis zur Imaginalhäutung beim Männchen Viele Arten sind im zweiten Stadium noch mobil pseudococcidae oder ortheziidae ), bleibt das Weibchen ein Leben lang mobil.

Bewältigungs-, Abwehr- und Schutzmechanismen

Sie sind zahlreich und wahrscheinlich noch unvollkommen verstanden:

• Einige Arten haben Symbiosen mit den Ameisen entwickelt, die sie im Austausch für ihren Honigtau verteidigen.
• Schilde, die manchmal eine Tarnrolle spielen, und wachsartige Wachen schützen sie vor bestimmten Raubtieren und Austrocknung
• Die Weibchen positionieren sich an Pflanzenteilen, wo sie besser versteckt sind oder vom abfließenden Regenwasser profitieren können.
• Einige Gattungen ( Kuwania , Xylococcus , Matsucoccus einschließlich der Seekiefer Cochenille ) schützen sich in der Pflanze (unter der Rinde , in den Blattscheiden oder in den Knoten von Gräsern oder an unsichtbaren Wurzeln).
• Die Eriococcidés schützen sich in einer Tasche, die sie nach und nach bauen. Diaspines maßstabs Insekten ihre recyclen exuvia in ihrem Schutzschild, aus Sekreten von anal Flüssigkeit zementiert hergestellt.
• Die Larven bestimmter hypogäischer Arten (aus der Familie der Margarodidae ) können bei Wasserstress ihre imaginäre Häutung verzögern , sich durch einen wasserdichten Test, den sie durch ihre Sekrete entwickeln , schützen , um dort zu überleben, während die äußeren Bedingungen zurückkehren. nachsichtiger.
• Es gibt verschiedene Strategien zum Schutz der Eier und jungen Larven. Dies sind die starken, strukturierten Omisacs der australischen Cochenille oder Pulvinaria oder Matten aus wachsartigen Filamenten, die von der weiblichen '' Porphyrophora '' verwickelt sind . Bei Ortheziidae tragen mobile Weibchen ihr Omisac. Weibchen anderer Arten ( Kermesidae und viele Coccidae ) schützen ihre Eier unter ihrem Schild oder unter ihrem Körper. In Australien erzeugen Weibchen der Gattung Callipappus einen Beuteltierbeutel, indem sie ihre hinteren Bauchsegmente einstülpen und Eier direkt dort ablegen . Dort wachsen junge Larven. Die Gattung Apiomorpha schafft galls auf Eukalyptus ( Hohl Tumoren der Anlage verursacht insbesondere durch die Injektion von Speichel) und die Larven dort von ihren Feinden geschützt entwickeln.

Schmarotzertum

Sie sind Schädlinge , die ihre Wirte selten töten, sie aber schwächen und Probleme in der Land-, Garten-, Forst- und Obstwirtschaft verursachen können. In Frankreich sind etwa 110 Arten gelegentlich schädlich und einige Arten gelten als Schädlinge (dies sind hauptsächlich Diaspiden, Kokziden, Pseudokokziden oder Margarodiden).

• Einige Befälle von Bäumen, Zweigen und Blättern durch Wollläuse werden charakteristisch für städtische Umgebungen oder stark anthropisiert. Manchmal findet man sie auch auf oder unter angrenzenden Gegenständen (zB: die Halsketten, die den Baum an die Pfähle binden).
• Wenn sie zahlreich an den Blättern oder Stängeln sind, können diese Insekten Obstbäume und insbesondere Apfelbäume verwüsten .
• Die Seekiefer-Schläublauge wurde möglicherweise durch Kiefern-Monokulturen und den Rückgang ihrer Prädatoren begünstigt (zB die Wanze Elatophilus nigricornis Zetterstedt ist eine auf diese Art spezialisierte räuberische Anthocoride, die im integrierten Pflanzenschutz eingesetzt wird). Er tötete Seekiefern auf ca. 120.000  ha im Var und den Alpes-Maritimes und besiedelt Korsika.
• Der Polyphage Pou San Jose schwächt Bäume und Beerensträucher.
• Der Maulbeerlauskäfer befällt Obstgartenpfirsiche und schwarze Johannisbeeren . Sie kann durch die biologische Bekämpfung mit einem ihrer Räuber (Endoparasitische Hymenoptera), Encarsia berlesei (Howard) , sowie durch die ektoparasitäre Hymenoptera Aphytis proclia (Walker) oder einen kleinen Marienkäfer Rhizobius satelles (Blaisdell) bekämpft werden .
• Antonina graminis befällt krautige Gräser und kann auf Golfrasen gelbe Flecken erzeugen.
• Zehn Arten werden an der Rebe beobachtet, einige Arten werden manchmal zu lokalen und vorübergehenden Schädlingen: Baumwollstoff der Rebe ( Pulvinaria vitis L . ), Laubahorn ( Neopulvinaria innumerabilis (Rathvon) lécanine des Hartriegels ( Parthenolecanium corni , Bouché ), Schmierlaus der Zitrone Baum ( Planococcus citri , Risso ), mit großen Ausbrüchen mit erheblichen Verlusten.Sie können Krankheiten wie "Blattrollviren" der Rebe (übertragen nach INRA durch Böhmische Wollläuse ( Heliococcus bohemicus ), Platanen-Schläuche ( Phenacoccus aceris ) und Hartriegel übertragen Lecanin ( Parthenolecanium corni , Bouché ).

Für sehr lokale parasitäre Erkrankungen, Alternativen zu giftigen Pestiziden sind Reinigung mit unter Druck stehenden Wasser, um eine Lösung des Sprühen schwarzer Seife mit 1  % methyliert Geist oder ein wenig Sojaöl . Die Förderung des Vorkommens und Überlebens von wilden Marienkäfern , Schwebfliegen und ihren Larven sowie einer großen Vielfalt an Insekten und Vögeln – insbesondere solchen, die die Ameisen fressen, die Blattläuse und Wollläuse schützen – hilft auch, Ausbrüche zu verhindern.

Einteilung

Die Einführung durch den Menschen und die Globalisierung des Pflanzenhandels haben die Verbreitung bestimmter Arten verändert. In Sizilien wurden beispielsweise 159 Arten gezählt , von denen mindestens die Hälfte neu eingeschleppte Pflanzenschädlinge sind. In Italien gibt es 343. Die bekanntesten sind diejenigen, die kultivierte Arten parasitieren.

Sie haben bekanntlich eine geringe Mobilität und haben daher ein geringes Verbreitungsrisiko. Sie sind jedoch in Europa in vollem Umfang verbreitet, insbesondere bei Stadtbäumen, die durch Umweltverschmutzung oder den städtischen Kontext und möglicherweise durch den Transport von parasitierten Pflanzen gestresst sind. Die kleinen Larven scheinen vom Wind getragen zu werden.

Pullulationen

Die Ausbrüche von Cochenille außerhalb ihrer natürlichen Umgebung, insbesondere in städtischen und stadtnahen Klimazonen, treten auf allen Kontinenten immer häufiger auf und sind kaum verstanden. Mehrere Faktoren scheinen in der Lage zu sein, sie zu fördern, angefangen von einer geringeren Abwehr des parasitierten Baumes oder der parasitierten Pflanze aufgrund von Wassermangel, der Exposition gegenüber bestimmten städtischen Schadstoffen oder dem Vorhandensein eines unnatürlichen thermohygrometrischen Paares . Eine wesentliche Erklärung scheint der Rückgang oder das Verschwinden ihrer natürlichen Feinde (insbesondere in der Stadt) zu sein; mit insbesondere:

• bestimmte Marienkäferarten und ihre Larven,
• Syrphidae- Larven ,
• Pyralidae- Raupen ,
• Mikro- Hymenoptera ( Chalkidier und Braconidae ) , die parasitieren und Kontrolle mealybugs in der Natur.

Diese natürlichen Fressfeinde von Wollläuse scheinen sich beträchtlich zurückzubilden und sind oft lokal verschwunden. Die allgemeine Zunahme von Pestiziden und bestimmten Schadstoffen in der Luft, Regen, Nebel oder Tau könnten mitverantwortlich für das Verschwinden dieser Raubtiere sein.

Natürliche Feinde

Ihre Hauptfeinde (siehe oben), darunter bestimmte Arten von räuberischen Marienkäfern und parasitäre Mikrohymenopteren, scheinen stark rückläufig zu sein.

Einige Wespen oder Ameisen sind dafür bekannt, sie zu verschonen und ihren Honigtau zu verzehren , aber verschiedene Hymenoptera, einschließlich Metaphycus helvolus oder Metaphycus lounsburyi, parasitieren Larvenstadien oder bei Erwachsenen. Die Fliege Diversinervus elegans parasitiert Erwachsene oder Larven. Einige Raubtiere dieses Insekts wurden in der biologischen Kontrolle eingesetzt, darunter Chilicorus renipustulatus und Chilicorus nigritus , zwei kleine Marienkäfer, die sich von verschiedenen Cochenille-Arten ( Diaspins und Lecaninen ) ernähren .

Pathogenität

Wie alle stechend-saugende Insekten, diese Arten (vor allem eingeführt) sind potentiell gefährlich für Pflanzen, die wegen ihres Saft Einstich, die Freisetzung von Honigtau , die dazu führen kann Rußtau , und wegen der Viren , dass sie dazu beitragen können. Einführen in den Saft oder das Gewebe, das sie durchbohren, sondern auch aufgrund des Fehlens spezifischer Räuber im Gastland.

Es wird angenommen, dass Larven oder Eier oder erwachsene Individuen häufig anderswo als in ihrem Ursprungsgebiet mit dem Ferntransport von Grünpflanzen, Topfpflanzen, Baumschulen, Obst und Gemüse eingeschleppt werden. So wurde beispielsweise in Callistemon- Topfpflanzen aus Italien, die im Frühjahr 2021 in der Schweiz verkauft wurden , eine in Europa bisher unbekannte Cochenille, Ripersiella hibisci, identifiziert .

Gartenbauliche Behandlungen

Der Schild oder die wachsartigen Fasern, die diese Insekten und ihre Eier schützen, machen sie weniger anfällig für externe Pestizide . Die wässrigen Lösungen gleiten darauf, wenn keine Netzmittel (Schwarzseife, Spülmittel etc.) zugegeben werden.

Insektizide Öle (Weißöl) werden bei der Winterbehandlung oft effektiver eingesetzt.

Ein weiteres wirksames Mittel (aber fördert das Auftreten resistenter Formen) ist der Einsatz von systemischen Pestiziden (Substanzen, die in die Pflanze eindringen und das saugende Insekt über den Saft vergiften , in allen Teilen der Pflanze, einschließlich der Wurzeln. Eier müssen wiederaufbereitet werden eine Woche bis zehn Tage später gegen zwischenzeitlich geschlüpfte Larven. Der Nachteil dieser Lösung ist, dass sie auch die natürlichen Fressfeinde der Wollläuse vergiften kann.

Es ist notwendig, alle betroffenen Pflanzen zu behandeln und im Wiederholungsfall mögliche Rekontaminationsquellen einschließlich bestimmter Unkräuter zu untersuchen .

Im Gartenbau können je nach Schweregrad, zu schützender Art und Art der Wollläuse unterschiedliche Methoden eingesetzt werden.

Wirtschaftliches oder kulinarisches Interesse

Einige Arten haben eine wirtschaftliche Rolle gespielt, die seit der Erfindung synthetischer Substanzen zurückgegangen ist.

Mealybugs können verwendet werden, um zu produzieren:

• von Lacken wie Schellack, abgeleitet von der Art Kerria lacca , die Parasit Jujube ( Zizyphus mauritiana ), Kussam ( Schleichera oleosa ), Palas ( Butea monosperma ), Ghont ( Zizyphus xyloporus ) oder Ficus religiosa ( Ficus religiosa ). Sein Extrakt wird zur Herstellung von pharmazeutischen Dragees verwendet, dem Überzug bestimmter Pralinen, "die nicht in der Hand schmelzen" und gehörten früher zu den ersten Kunststoffmaterialien (erste Scheiben mit 78 U/min);
• von Karmin oder roten Scharlach aus Cochenille seit der Antike Produkt Kermes vermilio genannt Kermes Färber oder „Samen scharlachrot“ am lebenden Kermeseiche in Spanien und rund um das Mittelmeer. Das Färbemittel Material besteht aus Kermessäure Säure (Pigmenttyp Anthrachinon und Säure laccaïque wir in ägyptischen Mumien entdeckt und sogar in einigen prähistorischen Malereien. Dieser Farbstoff als Heilmittel verwendet wurde XVIII - ten  Jahrhundert (adstringierend für Wunden, abschwellend Auge). Fillipo Silvestri sogar der Ansicht , dass diese Koschinellenextraktlösung war Confectio ALKERMES , das Medikament am meisten verschriebenen der VIII - ten und IX - ten  Jahrhundert. die ALKERMES ein italienisches Getränk ist noch mit diesem Cochenille gemacht.
• In Mittel- und Südamerika ( Mexiko , Peru ) wird aus Dactylopius coccus (Costa, 1835), gefüttert mit der Kaktusfeige ( Opuntia ficus-indica ), aus reiner Karminsäure ( waschbeständiges Anthrachinon ) ein karminrotes Karmin gewonnen . 70.000 Cochenille produzieren 500  Gramm Karmin.
  Es wird zum Färben von Stoffen, Haut, Keramik oder als Lebensmittelfarbe verwendet, seit mindestens400 v . Chr. J.-C.. Die spanischen Invasoren züchteten diese Cochenille heimlich unter anderem in Malaga und bereits 1626 auf den Kanarischen Inseln in „Nopaleries“. Auch der polnische und der armenische Wollläuse produzieren einen roten Farbstoff.
  Synthetische chemische Farbstoffe konkurrierten mit dieser Produktion ab den 1850er Jahren, aber sie wurden in Peru als Lebensmittelfarbe oder für die Histologie ("Karmin Nr. 40 für die Histologie") weitergeführt.
• Die Azteken , Inkas und Mayas extrahierten Karminrot und Aje aus 2 cm langen großen  Schildläusen . Aje ist ein gelbes, fettiges , wasserabweisendes Sekret, das von Llaveia axin (Llave) produziert wird. Es wurde auch als Basis für Gemälde (auch im Gesicht) verwendet. Keramik, Boote, Holz oder Kürbisse wurden mit aje imprägniert. Schließlich war aje auch ein Mittel gegen Durchfall und ein Schmerzmittel gegen Gicht . In der Höhe schützte es die Haut vor Erfrierungen und Rissen.
• Das in der Bibel erwähnte Manna , das die Hebräer bei ihrer Durchquerung der Wüste ernährte, könnte der kristallisierte Honigtau einer Cochenille gewesen sein, möglicherweise Trabutina mannipara (Hemprich & Ehrenberg, 1829), ein Pseudokokzin, das auf der Tamariske lebt ( Tamarix sp . ) in den Bergen des Sinai - es könnten auch Kolonien von Bakterien vom Nostoc- Typ sein  -. Die Cochenille ist als Insekt kein im Judentum zugelassenes Lebensmittel gemäß der Bibel , aber der Honigtau ist eine tierische Produktion und nicht aus dem Fleisch, wie der Honig, der dafür koscher ist .
• Die australischen Aborigines essen Eukalyptusgallen und die darin enthaltenen Apiomorphas als Leckerbissen. In Südostasien werden Monophlebine (große Schuppeninsekten) gegessen.

Taxonomie

Untere Taxa: Familien  :

• Aclerididae
• Asterolecaniidae
• Beesoniidae
• Carayonemidae
• Cerococciae
• Kokziden
• Conchaspididae
• Dactylopiidae
• Diaspididae
• Elektrokokziden
• Eriococcidae
• Grimaldiellidae
• Halimococcidae
• Inkaidae
• Jersicoccidae
• Kermesidae
• Kerriidae
• Kukaspididae
• Labiococcidae
• Lecanodiaspididae
• Margarodidae
• Mikrokokziden
• Ortheziidae
• Phenacoleachiidae
• Phoenicococcidae
• Pseudokokziden
• Putoidae
• Stictococcidae

Drei Hauptarten von Wollläuse

Diejenigen, die einen weichen Körper haben, ohne Schutzschild.
Sie schützen sich unter wachsartigen Filamenten. Pseudococcidae und Margarodidae: Beispiele: Gewächshaus Wollläuse ( Pseudococcus adonidum ) Australische Schildläuse ( Icerya Purchasi ) Diejenigen, deren Körper durch Imprägnierung mit Wachs oder Lack gehärtet ist (Lecanine oder Lécanies, früher der Familie Lecanidae). Jetzt werden die Schildläusen dieser Familie Coccidae genannt. Beispiele: Hartriegelschuppe ( Parthenolecanium corni ) Pfirsich-Wolllaus ( Eulecanium persicae ) Gewächshaus Wollläuse ( Saissetia hemisphaerica ) Olivenbaumschuppe ( Saissetia oleae ) Rebe flauschige Wolllaus ( Pulvinaria vitis ) Eiche lecania ( Parthenolecanium quercifex ) Fletchers Lecania ( Parthenolecanium fletcheri ) Weinrebe lecania ( Parthenolecanium Corni ) Diejenigen, die einen weichen Körper haben, sind mit einem wachsartigen schützenden Abakus (Diaspididae) bedeckt, dessen Form einer winzigen Austernschale ähnelt. Beispiele: San-José-Laus ( Diaspidiotus perniciosus ) Kernobstbaum Skala ( Diaspidiotus Piri und D. ostraeiformis ) Apfelkommaskala ( Lepidosaphes ulmi ) Birnenlauskäfer ( Epidiaspis leperii ) Orangenlaus ( Chrysomphalus aonidum und C. dictyospermi ) Zitrus-schwarze Wolllaus ( Parlatoria zizyphii ), Zitrus-Schläuche ( Lepidosaphes citricola und L. gloweri ) Maulbeerschuppe ( Pseudaulascaspis Pentagona )

Beispiele für Arten

Familie der Ortheziidae

• Orthezia urticae (Linnaeus, 1758)

Familie der Margarodidae

• Guerriniella serratulae (Fabricius, 1775)
• Icerya Purchasi (Maskell, 1879)
• Matsucoccus pini (Grün, 1925)
• Neomargarodes europaeus (Goidanich, 1969)
• Porphyrophora italica (Goidanich, 1963)

Pseudococcidae-Familie

• Asphodelococcus asphodeli (Bodenheimer, 1927)
• Balanococcus santilongoi (Mazzeo, 1996)
• Chaetococcus-Phragmitis (Marchal, 1909)
• Delottococcus euphorbiae (Ezzat & McConnell, 1956)
• Dysmicoccus brevipes (Cockerell, 1893)
• Dysmicoccus neobrevipes (Beardsley, 1959)
• Dysmicoccus pietroi (Marotta, 1992)
• Euripersia tomlini (Newstead, 1892)
• Hypogeococcus pungens (Granara de Willink, 1981)
• Nipaecoccus nipae (Maskell, 1893)
• Peliococcus cycliger (Leonardi, 1908)
• Peliococcus vivarensis Tranfaglia, 1981
• Phenacoccus aceris (Signoret, 1875)
• Phenacoccus graminicola (Leonardi, 1908)
• Phenacoccus interruptus (Grün, 1923)
• Phenacoccus madeirensis (Grün, 1923)
• Phenacoccus mespili (Signoret, 1875)
• Phenacoccus neohordei (Marotta, 1992)
• Phenacoccus silvanae (Longo & Russo, 1989)
• Phenacoccus yerushalmi (Ben-Dov, 1985)
• Planococcus citri (Risso, 1813)
• Planococcus ficus (Signoret, 1875)
• Pseudococcus affinis (Maskell, 1894)
• Pseudococcus calceolariae (Maskell, 1878)
• Pseudococcus longispinus (Targioni Tozzetti, 1867)
• Puto Palinuri (Marotta und Tranfaglia, 1993)
• Puto Superbus (Leonardi, 1907)
• Puto tauricus (Borchsenius, 1948)
• Rhizoecus cacticans (Hambleton, 1946)
• Rhizoecus falcifer (Kunckel d'Herculais, 1878)
• Rhizoecus lelloi (Mazzeo, 1996)
• Spilococcus mammillariae (Bouché, 1844)
• Spinococcus multispinus (Siraiwa, 1939)
• Trionymus perrisii (Signoret, 1875)
• Trionymus tomlini (Grün, 1925)
• Vryburgia rimariae (Tranfaglia, 1981)

Familie der Eriococcidae

• Acanthococcus araucariae (Maskell, 1879)
• Acanthococcus cactearum (Leonardi, 1908)
• Acanthococcus coccineus (Cockerell, 1894)
• Acanthococcus cynodontis (Kiritchenko, 1940)
• Acanthococcus devoniensis (Grün, 1896)
• Acanthococcus rosannae (Tranfaglia & Esposito, 1985)
• Ovaticoccus agavium (Douglass, 1888)
• Rhizococcus insignis (Newstead, 1891)

Familie der Cryptococcidae

• Cryptococcus fagisuga Lindinger , 1936

Familie der Mikrokokziden

• Micrococcus silvestrii Leonardi, 1907

Familie Kermesidae

• Kermes bacciformis (Leonardi, 1908)
• Kermes Gibbosus (Signoret, 1875)
• Kermes roboris (Fourcroy, 1785)
• Kermes vermilio (Planchon, 1864)
• Nidularia pulvinata (Planchon, 1864)

Cerococcidae-Familie

• Pollinia pollini (Costa, 1857)

Coccidae-Familie

• Ceroplastes rusci (Linnaeus, 1758)
• Ceroplastes sinensis (Del Guercio, 1900)
• Coccus hesperidum (Linnaeus, 1758)
• Coccus pseudomagnoliarum (Kuwana, 1914)
• Eucalymnatus tessellatus (Signoret, 1873)
• Eulecanium tiliae (Linnaeus, 1758)
• Filippia follicularis (Targioni Tozzetti, 1867)
• Lecanopsis formicarum (Newstead, 1893)
• Lichtensia viburni (Signoret, 1873)
• Nemolecanium graniformis (Wünn, 1921)
• Parthenolecanium corni (Bouché, 1844)
• Parthenolecanium persicae (Fabricius, 1776)
• Parthenolecanium rufulum (Cockerell, 1903)
• Pulvinara mesembryanthemi (Vallot, 1830)
• Pulvinaria floccifera (Westwood, 1870)
• Pulvinaria vitis (Linnaeus, 1758)
• Rhizopulvinaria grassei (Balachowsky, 1936)
• Saissetia Kaffee (Walker, 1852)
• Saissetia oleae (Olivier, 1791)
• Scythia aetnensis Russo & Longo, 1990

Familie der Aclerididae

• Aclerda Berlesei (Buffa, 1897)

Familie der Asterolecaniidae

• Asterodiaspis bella (Russell, 1941)
• Asterodiaspis ilicicola (Targioni Tozzetti, 1888)
• Asterodiaspis roboris (Russell, 1941)
• Bambusaspis bambusae (Boisduval, 1869)
• Planchonia zanthenes (Russell, 1941)

Familie der Phoenicococcidae

• Phoenicococcus marlatti Cockerell, 1899

Familie der Diaspididae

• Abgrallaspis cyanophylli (Signoret, 1869)
• Acanthomytilus intermittens (Hall, 1924)
• Acanthomytilus sacchari (Halle, 1923)
• Aonidia lauri (Bouché, 1833)
• Aonidiella aurantii (Maskell, 1879)
• Aonidiella taxus (Leonardi, 1906)
• Aspidiotus hedericola (Leonardi, 1920)
• Aspidiotus nerii (Bouché, 1933)
• Aspidiotus spinosus (Comstock, 1883)
• Aulacaspis rosae (Bouché, 1833)
• Carulaspis carueli (Signoret, 1869)
• Carulaspis juniperi (Bouché, 1851)
• Carulaspis silvestrii Lupo, 1966
• Carulaspis visci (Schrank, 1781)
• Chionaspis pinifoliae (Fitch…)
• Chionaspis salicis (Linnaeus, 1758)
• Chrysomphalus aonidum (Linnaeus, 1758)
• Chrysomphalus dictyospermi (Morgan, 1889)
• Diaspidiotus eindeutigus (Leonardi, 1900)
• Diaspidiotus osborni (Newell & Cockerell, 1898)
• Diaspidiotus viticola (Leonardi, 1913)
• Diaspis boisduvalii (Signoret, 1869)
• Diaspis bromeliae (Kerner, 1778)
• Diaspis coccois (Lichtenstein, 1882)
• Diaspis echinocacti (Bouché, 1833)
• Duplachionaspis berlesei (Leonardi, 1898)
• Duplachionaspis sicula (Lupo, 1938)
• Dynaspidiotus britannicus (Newstead, 1898)
• Epidiaspis gennadii (Leonardi, 1898)
• Epidiaspis leperii (Signoret, 1869)
• Evallaspis ampelodesmae (Newstead, 1897)
• Fiorinia fioriniae (Targioni Tozzetti, 1867)
• Furchadaspis zamie (Morgan, 1890)
• Gonaspidiotus minimus (Leonardi, 1896)
• Hemiberlesia lataniae (Signoret, 1869)
• Hemiberlesia rapax (Comstock, 1881)
• Howardia biclavis (Comstock, 1883)
• Ischnaspis longirostris (Signoret, 1882)
• Lepidosaphes beckii (Newmann, 1869)
• Lepidosaphes conchiformis (Gmelin, 1789)
• Lepidosaphes destefanii (Leonardi, 1907)
• Lepidosaphes gloverii (Packard, 1869)
• Lepidosaphes granati Koroneos, 1934
• Lepidosaphes newsteadi (Sulc, 1895)
• Lepidosaphes pinnaeformis (Bouché, 1851)
• Lepidosaphes ulmi (Linnaeus, 1758)
• Leucaspis loewi (Colvée, 1882)
• Leucaspis pini (Hartig, 1839)
• Leucaspis pusilla (Löw, 1883)
• Leucaspis riccae Targioni Tozzetti, 1881
• Lindingaspis rossi (Maskell, 1891)
• Melanaspis inopinata (Leonardi, 1913)
• Mercetaspis sphaerocarpae Gomez Menor, 1927
• Nuculaspis abietis (Schrank, 1776)
• Pallulaspis retamae (Halle, 1926)
• Parlatoria camelliae (Comstock, 1883)
• Parlatoria oleae (Colvée, 1880)
• Parlatoria pergandii (Comstock, 1881)
• Parlatoria ziziphi (Lucas, 1853)
• Pinnaspis aspidistrae (Signoret, 1869)
• Pinnaspis strachani (Cooley, 1899)
• Pseudaulacaspis cockerelli (Cooley, 1897)
• Pseudaulacaspis pentagona (Targioni Tozzetti, 1886)
• Quadraspidiotus cecconii (Leonardi, 1908)
• Quadraspidiotus lenticularis (Lindinger, 1912)
• Quadraspidiotus ostraeformis (Curtis, 1843)
• Diaspidiotus perniciosus (Comstock, 1881)
• Quadraspidiotus zonatus (Frauenfeld, 1868)
• Rungaspis capparidis (Bodenheimer, 1929)
• Saharaspis ceardi (Balachowsky, 1928)
• Suturaspis archangelskyae (Lindinger, 1929)
• Targionia nigra (Signoret, 1870)
• Targionia vitis (Signoret, 1876)
• Unaspis euonymi (Comstock, 1881)

Hinweise und Referenzen

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Siehe auch

Zum Thema passende Artikel

• Bonsai-Krankheiten
• Phytopathologie
• Invasive Arten

Externe Links

• (en) "  ScaleNet: Scale Insects (Coccoidea) Database  " , auf www.sel.barc.usda.gov (Zugriff am 29. Mai 2021 ) .,
• Imre Földi "  Maßstab Insekten: 1 st  Abschnitt  " Insekten , Vol.  2, n o  129,2003( online lesen [PDF] ).
• Imre Földi, "  Schildlaus: 2 e  Teil  " Insekten , vol.  3, n o  130,2003, s.  29 ( online lesen [PDF] ).
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• "  Caribfruits - Shield Cochenilles / Begründeter Schutz von Obstgärten (Krankheiten, Schädlinge und Hilfsstoffe) / Integrierte Obstproduktion  " , auf caribfruits.cirad.fr (Zugriff am 29. Mai 2021 )

Literaturverzeichnis

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• (en) Foldi I., „  Abwehrstrategien bei Schildläusen: phylogenetische Inferenz und volutionäre Szenarien (Hemiptera: Coccoidea)  “ , Der Ursprung der Biodiversität bei Insekten: Phylogenetische Tests von Evolutionsszenarien. Memoiren des Nationalmuseums für Naturgeschichte , vol.  173,1997, s.  203-230
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• Georges Roque, La Cochenille, vom Färben zum Malen. Eine Materialgeschichte der Farbe , Gallimard,2021( ISBN  2072852315 ).