Die Cyanotoxine sind Metaboliten, die von Cyanobakterien synthetisiert werden .
Sie können nach ihrer chemischen Struktur in drei Klassen eingeteilt werden: 1) cyclische Peptide , 2) Alkaloide und 3) Lipopolysaccharide .
Es ist auch möglich , sie entsprechend ihrer Mechanismen der Differenzierung Toxizität : a) hepatischen Toxinen , b) neuro Toxinen und c) Dermato Toxinen .
Allgemeine Molekülstruktur von Microcystinen
Allgemeine Molekülstruktur von Nodularinen
Allgemeine Molekülstruktur von Toxoiden
Allgemeine Molekülstruktur von Saxitoxinen
Allgemeine Molekülstruktur von Cylindrospermopsinen (Es ist kein Neurotoxin, sondern ein Cytotoxin)
Allgemeine Molekülstruktur eines Endotoxins von E. coli O111: B4 (Hep) L-Glycerin-D-Manno-Heptose; (Gal) Galactose; (Glc) Glucose; (KDO) 2-Keto-3-desoxyoctonsäure; (NGa) N-Acetylgalactosamin; (NGc) N-Acetylglucosamin.
Aplysiatoxin-Molekülstruktur
Molekülstruktur von Debromoaplysiatoxin
Lyngbiatoxin-Molekülstruktur
Molekülstruktur von Domonsäure
Molekülstruktur von Okadainsäure
Dermatotoxine sind nur in einer salzigen Meeresumgebung bekannt , während LPS Bestandteile der Zellwand aller Cyanobakterien sind.
Es sind verschiedene Expositionswege möglich, um mit Cyanotoxinen in Kontakt zu kommen. Die Hauptwege sind die Aufnahme von kontaminiertem Wasser und der primäre Kontakt mit demselben Wasser. Das Einatmen von Toxinen in aerosolisierter Form und der Verzehr eines Organismus, der ein Toxin bioakkumuliert hat, sind zwei weitere plausible Expositionsquellen.
Toxikologische Studien haben akute, chronische, krebserzeugende und teratogene Wirkungen für verschiedene Cyanotoxine auf mehrere Organismen (hauptsächlich Mäuse) und nach verschiedenen Expositionswegen festgestellt.
Die folgende Tabelle zeigt LD 50 -Werte in Mäusen, die durch intraperitoneale Injektion erhalten wurden.
| Cyanotoxin | LD 50 (ug / kg) |
|---|---|
| Microcystin-LR | 50 |
| Microcystin-LA | 50 |
| Microcystin-YR | 70 |
| Microcystin-RR | 600 |
| (D-Asp3) Microcystin-LR | 50 bis 300 |
| (D-Asp3) Microcystin-RR | 250 |
| (Dha7) Microcystin-LR | 250 |
| (6Z-Adda) Microcystin-LR | > 1200 |
| Nodularin | 50 |
| Cylindrospermopsin (rein) | 2000 |
| Anatoxin-a und Homoanatoxin-a | 200 bis 250 |
| Anatoxin-a (S) | 20 |
| Saxitoxin | 10 |
Zum Vergleich liegt die akute Schlundsonden-Toxizität bei Mäusen für Microcystin-LR, Nodularine, Cylindrospermopsine und für Anatoxin-a zwischen 5 und 10 mg / kg Körpergewicht. Saxitoxin (STX) weist typischerweise niedrigere Werte auf, etwa 260 ug / kg bei Mäusen.
Die folgende Tabelle zeigt die subchronischen Toxizitätswerte bei Mäusen, bei denen der NOAEL der „No Observed Adverse Effect Level“ ist.
| Cyanotoxin | NOAEL (ug / kg Tag) |
|---|---|
| Microcystin-LR | 40 (Maus, Sonde, 13 Wochen) |
| Cylindrospermopsin | 30 (Maus, Sonde, 11 Wochen) |
| Toxoid-a | 98 (Maus, Sonde, 28 Tage) |
Die Toxizitätstests für dasselbe Cyanotoxin sind schwer zu relativieren, da sie nicht alle unter denselben Bedingungen durchgeführt werden (Kontaktmethoden, getestete Organismen, reine Extrakte gegen Algenextrakte). Im letzteren Fall könnte es im Gegensatz zum bloßen Vorhandensein von Cyanotoxinen zu synergistischen und / oder antagonistischen Effekten zwischen dem untersuchten Organismus und allen Metaboliten algenbedingten Ursprungs kommen. Wir müssen daher bei der Interpretation der Ergebnisse vorsichtig sein.
Die aus toxikologischen Studien resultierenden Standards gelten für Trinkwasser und für Aktivitäten, die den Kontakt mit Wasser beinhalten. Je nach Fall unterscheiden sie die Schwellenkonzentrationen nach Art der Cyanotoxine oder Cyanobakterien, ab denen Vorsichtsmaßnahmen und / oder Maßnahmen zur Behebung der Situation getroffen werden müssen. Die auf Cyanotoxine angewendeten Werte berücksichtigen " Gesamtcyanotoxine ", dh diejenigen, die in freier Form (in Wasser gelöst) vorliegen, und diejenigen, die sich innerhalb der Zellen befinden. Sie werden in µg / L ausgedrückt. Die folgende Tabelle zeigt die derzeit geltenden und in verschiedenen Ländern angebotenen Standards.
| Cyanotoxin | Land / Organisation | Werte (ug / l) |
|---|---|---|
| Microcystine | Frankreich | 1.0 |
| Microcystine | Kanada | 1.5 |
| Microcystine | WHO | 1.0 |
| Microcystine | Brasilien | 1.0 |
| Microcystine | Australien | 1,3 * |
| Microcystine | Neuseeland | 1,0 und 0,1 ** |
| Nodularine # | Neuseeland | 1.0 |
| Anatoxin-a # | Neuseeland | 3.0 |
| Anatoxin-a (S) # | Neuseeland | 1.0 |
| Cylindrospermopsin # | Australien | 1.0 |
| Cylindrospermopsin # | Neuseeland | 3.0 |
| Saxitoxine # | Brasilien | 3.0 |
| Saxitoxine # | Australien | 3,0 **% |
| Saxitoxine # | Neuseeland | 1.0 |
# Vorgeschlagene oder empfohlene Werte
* Wert, der die Toxizität aller Microcystine berücksichtigt
** Wert, der den Tumorförderungseffekt berücksichtigt
*** Wert in µg STX-Äquivalent / L.
Die für die maximal tolerierbare Konzentration von Cyanobakterien verwendeten Werte sind in Zellen / ml angegeben. Die aktuellen Standards für die maximal tolerierbare Konzentration in Trinkwasser und in kontaminiertem Wasser, die zu Erholungszwecken verwendet werden und mit denen der primäre Kontakt auftritt, betragen 2.000 Zellen / ml bzw. 20.000 Zellen / ml . Wie im Durchschnitt einer Zelle 0,2 pigogram von Toxinen enthält, einen Wert von 2.000 Zellen / ml entspricht 0,4 & mgr; g / L des gesamten Toxin und den Wert von 20.000 Zellen / ml entspricht 4 g / L des gesamten Toxin.. Diese Werte (Zellen / ml) sind Durchschnittswerte und nur gültig, wenn alle Cyanobakterien im Wasservolumen Cyanotoxinproduzenten sind.
Die analytischen Methoden können in Screening-Methoden unterschieden werden, die im Allgemeinen sehr empfindlich, aber nicht sehr selektiv sind, und Bestätigungsmethoden, die sehr selektiv sind und eine nennenswerte Empfindlichkeit aufweisen.
Unter den Screening-Methoden finden wir Bioassays an verschiedenen Organismen, die immunologische Methode ELISA (Enzyme Linked Immunosorbent Assay) und verschiedene enzymatische Methoden unter Verwendung der biochemischen Eigenschaften von Cyanotoxinen.
Die Bestätigungsmethoden sind hauptsächlich Varianten der Hochleistungsflüssigchromatographie in Verbindung mit verschiedenen Nachweismethoden, von denen die Massenspektrometrie die effizienteste ist , die selbst eine Vielzahl von Analysatortypen darstellt.
Ein Haupthindernis für Analysemethoden ist die Probenvorbereitung. Mit Ausnahme von Bioassays, bei denen das Präparat nur eine Zelllyse erfordert, um intrazelluläre Toxine zu extrahieren, ist es häufig erforderlich, mehrere Substanzen zu entfernen, die Interferenzen erzeugen und / oder die interessierenden Moleküle vorkonzentrieren können.
Lyse und ExtraktionCyanotoxine werden in der flüssigen Matrix gelöst oder in Zellen eingeschlossen. Wenn nicht erforderlich, ist es nützlich, die Proben gemäß der Matrix zu trennen, die die Toxine enthält. Durch Filtration und Zentrifugation ist es möglich, die festen Fraktionen, dh die Zellen von Cyanobakterien , von der wässrigen Matrix zu trennen, die die flüssige Fraktion bildet.
Verschiedene Techniken für die feste Fraktion Lyse verwendet wie Gefrier-Tau, Lyophilisation und Beschallung (auch als Ultraschall - Behandlung). Andere Protokolle verwenden ein simultanes Lyse- / Extraktionsverfahren, wie zum Beispiel die Extraktion in einem kochenden Lösungsmittel und die Verwendung einer Mikrowelle , die es ermöglicht, eine Soxhlet- Extraktion durchzuführen . Die Verwendung einer unter Druck stehenden Hochtemperaturflüssigkeitsextraktion wird ebenfalls verwendet.
Für die Extraktion aller Cyanotoxine ist kein Lösungsmittel universell, da ihre Molekülstrukturen einen variablen hydrophoben oder polaren Charakter haben . Darüber hinaus ist der pH-Wert der Extraktionslösung ein Parameter, der im Moment wenig verstanden wird, der jedoch angesichts der in den meisten Fällen vorhandenen ionisierbaren Gruppen sehr wahrscheinlich die Löslichkeit der Verbindungen beeinflusst .
Die folgende Tabelle zeigt die am häufigsten verwendeten Lösungsmittel zur Extraktion der Hauptklassen von Cyanotoxinen. Mit Ausnahme von Microcystinen wurden die anderen Lösungsmittel nicht validiert und sind Gegenstand von Vorschlägen. Die Bedingungen für die Extraktion von Microcystinen gelten vermutlich für Nodularine, die strukturelle Analoga von Microcystinen sind.
| Cyanotoxin | Lösungsmittel |
|---|---|
| Microcystine | Wasser: Methanol (zwischen 50 und 75%) |
| Toxoide | Leicht angesäuertes Wasser oder Wasser: Methanol |
| Cylindrospermopsine | 25% Methanol oder 5% Essigsäurelösung (pH = 3) |
| Saxitoxine | Wasser: Methanol ** |
Ein der Extraktion inhärentes Problem ist die Co-Extraktion eines Störmittels, das eine Probe erzeugt, die schnell komplex wird. Zusätzlich haben die flüssigen Fraktionen, im Allgemeinen wässrig, eine sehr geringe Konzentration an gelösten Cyanotoxinen. Es ist daher notwendig, die interessierenden Moleküle zu reinigen, bevor sie quantifiziert oder konzentriert werden, um die Bestimmungsgrenzen der Analysegeräte zu überschreiten.
Beide Ziele können durch Festphasenextraktion erreicht werden, die die am weitesten verbreitete Methode ist. Bei dieser Technik wird die Lösung durch eine mit Partikeln gefüllte Kartusche geleitet und unsere interessierenden Analyten, die an der festen Phase adsorbiert wurden, werden mit einem geeigneten Lösungsmittel eluiert. Die häufigste feste Phase ist eine mit C 18 gepfropfte Phase , die Microcystine und Nodularine effektiv zurückhält. Diese feste Phase ist jedoch für die anderen polareren Cyanotoxine nicht sehr selektiv. Kürzlich hat eine Studie die Retentionsfähigkeit von Kartuschen demonstriert, die schwarzen Kohlenstoff in Form von Graphit verwenden . Diese feste Phase wirkt hauptsächlich als gepfropfte C 18 -Phase , kann jedoch unter bestimmten Bedingungen als kationischer Ionenaustauscher wirken .
Ein anderes chromatographisches Verfahren zur Reinigung und Vorkonzentration von Mikrocystinen verwendet die Prinzipien der Immunaffinität. Verwendung von Antikörpern Polyklonale oder monoklonale Antikörper, die dem festen Träger zugesetzt werden, können die interessierenden Moleküle selektiv zurückhalten und später eluieren.
Tierversuche sind seit langem die Methode zum Nachweis von Blütentoxizität. Offensichtlich weisen diese Verfahren eine geringe Selektivität und Empfindlichkeit auf. Diese Tests werden nur noch verwendet, um den Wirkungsmechanismus von Toxinen zu verstehen und um zu versuchen, Standards für maximal tolerierbare Tagesdosen abzuleiten.
Biochemische MethodenDer Nachweis von Microcystinen und Nodularinen kann unter Verwendung ihrer biochemischen Aktivität erfolgen, die mit ihrem Toxizitätsmechanismus zusammenhängt. Diese Moleküle sind Inhibitoren von Proteinen vom Phosphatasetyp (PP1 oder PP2A), die die Dephosphorylierung von intrazellulären Phosphoproteinen durchführen. Dies beinhaltet das Messen der Aktivität einer festen Menge an Phosphatasen als Funktion verschiedener Konzentrationen von Microcystinen / Nodularinen mit einer festen Menge an Substrat. Ursprünglich war das verwendete Substrat ein 32P- Radioisotop , es wurden jedoch Varianten entwickelt, die ein spektrophotometrisch nachweisbares Substrat verwenden , um die mit der Verwendung von radioaktivem Material verbundenen Probleme zu überwinden.
Ein ähnlicher Test ist anwendbar für die Detektion von Anatoxin-a (S) durch seine Aktivität auf das Enzym Acetyl - Cholinesterase . Dieser Test ist nicht ausschließlich für dieses Toxin, da Organophosphat- Pestizide die gleiche Hemmkraft aufweisen. Schließlich können Saxitoxine anhand ihrer biologischen Aktivität nachgewiesen werden, wobei sie als Natriumkanalblocker in der Zellmembran wirken . Der Test wird durchgeführt, indem diese Neurotoxine mit neuroblastenähnlichen Krebszellen, die die genetische Expression von Natriumkanälen zeigen, und zwei Mitteln, die die Öffnung und den Prozess der Natriumrückgabe aus der Körperzelle fördern, inkubiert werden. Dies maximiert die Aktivität dieser Kanäle und verbessert die Empfindlichkeit des Tests. Nach der Inkubationszeit wird die Überlebensrate der Zellen durch Kolorimetrie als Funktion der Saxitoxinkonzentration gemessen .
Immunologische MethodenDiese Methoden sind vom ELISA- Typ und basieren auf dem Prinzip der Erkennung von Strukturmotiven, die auf einem definierten Molekül vorhanden sind, durch Antikörper . Die Technik ist vom Typ der direkten Konkurrenz, bei der eine Konkurrenz um das aktive Zentrum des Antikörpers zwischen einem an ein Enzym konjugierten Microcystin ( Peroxidase oder alkalische Phosphatase) und einem in der zu analysierenden Probe enthaltenen Microcystin besteht; Die Technik ist indirekt, wenn die Markierung auf dem Antikörper erfolgt. Nach der Inkubationszeit wird das Substrat zugegeben und die Konzentration des an die Antikörper gebundenen Microcystin-Enzyms wird spektrophotometrisch bewertet . Eine starke Färbung zeigt eine geringe Menge an freien Microcystinen in der Probe an und umgekehrt impliziert eine hohe Konzentration an Microcystinen.
Diese Methoden sind ausschließlich chromatographische Techniken, die mit einer Reihe von Analysegeräten gekoppelt sind, wie der Detektion von UV-sichtbarer Strahlung, der Fluoreszenzemission und der Aufzeichnung des Absorptionsspektrums mit Diodenarrays (PDA) sowie den verschiedenen in der Massenspektrometrie (MS) verwendeten Analysegeräten . Chromatographische Techniken umfassen Varianten der Hochleistungs - Flüssigkeits - Chromatographie (HPLC), Gaschromatographie (GC) und Kapillarelektrophorese (CE). Die Variationen in der MS sind auf die Ionisationstechniken der verwendeten Analyten und Detektoren zurückzuführen. Ionisationstechniken sind Elektrospray (ESI), Fast Atom Bombardment (FAB) und matrixunterstützte Laserionisationsdesorption (MALDI), während Triple Quadrupol (QqQ) sowie Flugzeit (TOF) als Analysator verwendet werden.
Die Umkehrphasen-HPLC-Verfahren verwenden eine hydrophobe stationäre C 18 -Phase , die in absteigender Reihenfolge Mikrocystine und Nodularine, Toxoide, Cylindrospermopsine und Saxitoxine zurückhält. Letztere sind wenig oder nicht zurückgehalten und häufig wird ein Ionenpaarungsmittel zugesetzt, um ihre Rückhaltung zu erhöhen. Saxitoxine werden in der HPLC in der Normalphase mit einer stationären Phase, die aus Siliciumdioxid und freier Amidgruppe besteht, besser getrennt .
Strahlungsbasierte Nachweismethoden erfordern das Vorhandensein chromophorer Gruppen an den Molekülen. In bestimmten Fällen ist es erforderlich, eine Ableitung vor oder nach der Säule durchzuführen, um dem Analyten eine Chromophorgruppe hinzuzufügen. Dies ist der Fall bei Saxitoxinen, die durch Fluoreszenz nachgewiesen werden .
Die MS-Methoden verwenden hauptsächlich ESI als Ionisationsmethode und der Nachweis erfolgt mit dem Triple Quadrupol, einer Tandem-Massenspektrometrie (MS / MS). Der dreifache Quadrupol ermöglicht je nach gewünschtem Fragmentierungsmuster unterschiedliche Arten der Spektrenerfassung. Wir finden "Multiple Reaction Monitoring" (MRM), "Precursor Ion Mode" und "Selected Ion Monitoring" (SIM). Diese Methoden ermöglichen es, dank des Fragmentierungsmusters die Selektivität zu erhalten, die zum Nachweis der Strukturanaloga der verschiedenen Klassen von Cyanotoxinen erforderlich ist.
Eine andere Analysemethode verwendet ein Abbauprodukt von Microcystinen und Nodularinen, das aus der Oxidation resultiert. Dieses Produkt wird durch GC / MS oder HPLC analysiert und nach Durchführung einer Nachsäulenderivatisierung durch Fluoreszenz nachgewiesen. Diese Methode wurde aufgrund der Tatsache entwickelt, dass Hepatotoxine in Tiermatrizen kovalent an Phosphatasen gebunden sind und nur solche nachgewiesen werden, die frei sind. Daher befreit ein Oxidationsverfahren mit Kaliumpermanganat und Natriummetaperiodat die Carbonsäure MMPB (2-Methyl-3-methoxy-4-phenylbuttersäure) von der Aminosäure ADDA.
EC-Methoden nutzen die Mobilität eines geladenen Moleküls, das einem elektrischen Feld ausgesetzt ist . Da Cyanotoxine je nach pH-Wert der wässrigen Matrix in anionischer oder kationischer Form vorliegen , ist es möglich, sie durch EC zu trennen und durch UV-Vis oder MS nachzuweisen. Eine interessante Variante nutzt die Zugabe eines Tensids zur wässrigen Matrix und dies wirkt als pseudostationäre Phase. Die Trennung ist auf die Unterschiede in der Solubilisierung der Moleküle innerhalb der Mizellen des Tensids und der elektrophoretischen Mobilität zurückzuführen.
Die MALDI-TOF-Spektrometrie befindet sich in der vollen Entwicklung, da sie nicht die vorherige Trennung der Mischung durch HPLC erfordert. Darüber hinaus ermöglicht dieses Verfahren die Verwendung einer sehr geringen Probenmasse, und wie beim dreifachen Quadrupol ist es möglich, einen Scan der Produktionen (Post Source Decay PSD) durchzuführen, der es ermöglicht, die interessierenden Fragmente zu detektieren. Dieses Verfahren verursacht jedoch abhängig von der verwendeten Matrix ein erhebliches Hintergrundrauschen.
Die folgende Tabelle zeigt die Nachweisgrenzen für verschiedene Analysemethoden.
| Methode | Cyanotoxine | Erkennungsgrenze |
|---|---|---|
| Bioassays (Mäuse) | Alle | 1 - 200 µg |
| HPLC-UV | Einzelne Microcystine | 0,02 µg / l |
| HPLC-PDA | Einzelne Microcystine | 0,02 µg / l |
| HPLC-MS | Einzelne Microcystine | 0,01 µg / l |
| HPLC-Fluoreszenz | Einzelne Saxitoxine | 34 µg / l |
| GC-SM | Anatoxin-a | 1 µg / l |
| HPLC-MS / MS | Cylindrospermopsin | 0,2 µg / l |
| HPLC-MS / MS | Anatoxin-a | 1 µg / l |
| Hemmung von Phosphatasen (Radioisotopen) | Insgesamt Microcystine und Nodularine | 0,02 µg / l |
| Hemmung von Phosphatasen (Kolorimetrie) | Insgesamt Microcystine und Nodularine | 0,1 µg / l |
| MMPB (GC-SM) | Insgesamt Microcystine und Nodularine | 10 µg / g Fischleber |
| ELISA | Insgesamt Microcystine und Nodularine | 0,05 µg / l |
| ELISA | Anatoxin-a | 0,1 µg / l |
| ELISA | Cylindrospermopsin | 0,04 µg / l |
| ELISA | Saxitoxin | 0,015 µg / l |
Tier-Bioassays haben den Vorteil, dass alle Cyanotoxine nachgewiesen werden können, zeigen jedoch eine sehr geringe Selektivität gegenüber Cyanobakterienklassen und noch weniger, um Strukturvarianten innerhalb derselben Klasse zu unterscheiden. Darüber hinaus ist das Vorhandensein falsch positiver Ergebnisse nicht vernachlässigbar und die Reproduzierbarkeit der Ergebnisse ist gering. Trotzdem haben diese Tests die Möglichkeit, alle Cyanotoxine einschließlich unbekannter Cyanotoxine nachzuweisen, die anschließend mit Bestätigungsmethoden untersucht werden können, um ihre Struktur zu bestimmen.
Chromatographische Methoden zeigen die größte Selektivität und die beste Quantifizierung der verschiedenen Varianten von Cyanotoxinen. Die Strahlungsdetektion ist hinsichtlich der Quantifizierung weniger effizient, da die Empfindlichkeit und Selektivität im Vergleich zu MS geringer ist. Es liegt auch im Rahmen von SM-Verfahren, die genaue Struktur der neuen Toxine zu bestimmen. Das Fehlen zertifizierter Standards ist derzeit der Hauptnachteil all dieser Techniken, was bedeutet, dass nicht alle Cyanotoxine nachgewiesen werden. Darüber hinaus erfordern die Proben eine vorherige Vorbereitung, die Zeit verbraucht und eine relativ lange Reaktionszeit erzeugt.
Immunologische und biochemische Methoden sind angesichts der schnellen Reaktionszeit und der Möglichkeit, alle Varianten des untersuchten Cyanotoxins nachzuweisen, attraktiv. Dies führt jedoch notwendigerweise zu einem Mangel an Informationen über Strukturvarianten, und im Fall eines ELISA besteht das Risiko einer Kreuzreaktivität, was es schwierig macht, die Konzentration der nachgewiesenen Microcystine mit der tatsächlichen Toxizität der Probe in Beziehung zu setzen. Im Allgemeinen hängen die verwendeten Methoden vom zu erreichenden Ziel und den mit den Analysen verbundenen Kosten ab. Somit zeigen immunologische und biochemische Methoden eine Empfindlichkeit, die mit Bestätigungsmethoden zu geringeren Kosten vergleichbar ist, und sind Methoden der Wahl für Routineanalysen. Darüber hinaus ist die Qualifikation des technischen Personals weniger anspruchsvoll als bei Bestätigungsmethoden. Diese werden hauptsächlich für Forschung und Entwicklung verwendet.
Die Bestätigungsmethoden bieten die Möglichkeit, Multitoxin-Analysemethoden zu etablieren, die es nach Optimierung der Analysebedingungen ermöglichen, die Analysen zu minimieren und somit als Routinemethoden zu etablieren.
Die Untersuchung von Phänomenen wie der Bioakkumulation und ihrer Auswirkungen auf den Verbrauch infizierter Organismen erfordert ein Protokoll zur Extraktion von Cyanotoxinen, die in komplexe Matrices integriert sind. Ein als "Festphasenmatrixdispersion" bekanntes Protokoll verwendet die Adsorptionseigenschaften von Substanzen wie Siliciumdioxid , Aluminiumoxid und Sand . Somit wird die Matrix mit dem Adsorbens in einem Mörser gemischt und die resultierende Probe wird in einer kleinen Chromatographiesäule abgeschieden und die Analyten werden selektiv eluiert.
Die Probenvorbereitungsmethoden sind langwierig, insbesondere die Festphasenextraktion, die bis zu einem Tag dauern kann. Um die Reaktionszeit der Analyten zu optimieren, kann eine Modifikation der Chromatographievorrichtung durchgeführt werden, um die Reinigung und Vorkonzentration automatisch durchzuführen. Dazu muss eine Lastsäule über ein Ventilsystem mit der Analysesäule verbunden werden. Dann wird die flüssige Probe unter Verwendung von vom Chromatographiesystem unabhängigen Pumpen auf der Beladungssäule eluiert, und die Analyten werden darin selektiv adsorbiert, während das Elutionsmittel und die Verunreinigungen verworfen werden. Als nächstes schalten wir die Ventile so um, dass die Beschickungssäule der Analysesäule nachgeschaltet ist, und verwenden die Pumpen des Chromatographiesystems, um unsere Analyten innerhalb der Analysesäule zu eluieren. Dies ermöglicht es, die Gesamtanalysezeit drastisch zu reduzieren, dh weniger als eine Stunde pro Probe. Dieses Verfahren wurde erfolgreich zur Quantifizierung von Antiinfektiva im Abwasser eingesetzt, und es ist denkbar, dass es bei Cyanotoxinen sehr gut funktioniert.
Eine neue Methode zur Ionisierung der Analyten könnte die Analysezeit drastisch verkürzen, dh die durch Laserdiode induzierte thermische Desorption in Verbindung mit chemischer Ionisierung bei atmosphärischem Druck .
Die Probe wird in einem Lösungsmittel gelöst, das dann in eine 96-Well-Testplatte gegeben wird. Das Lösungsmittel wird getrocknet und die feste Probe geht unter dem Einfluss eines Laserbeschusses in die Dampfphase über. Dann werden die neutralen gasförmigen Analyten bei atmosphärischem Druck chemisch ionisiert. Dies erzeugt Molekülionen in weniger als drei Sekunden, die anschließend durch Massenspektrometrie für eine Gesamtzeit von weniger als zehn Sekunden analysiert werden. Die Vorteile dieses Verfahrens sind neben der zu geringen Analysezeit die Möglichkeit, Temperaturanstiegsrampen zu programmieren, sowie die Zeit zum Aufrechterhalten dieser Temperatur, um die Analyten selektiv in die Gasphase zu leiten. Dadurch entfällt die Notwendigkeit einer chromatographischen Trennung vor der Massenspektrometrieanalyse. Außerdem werden keine Matrix und kein Lösungsmittel verwendet, wodurch das Vorhandensein von Hintergrundgeräuschen verringert wird. Diese Technologie wurde erfolgreich bei der Untersuchung der Cytochrom P450-Hemmung eingesetzt. Es wäre daher möglich, die Cyanotoxine mit diesem Verfahren zu analysieren, vorausgesetzt, die Analyten verflüchtigen sich, bevor sie unter Wärmeeinwirkung abgebaut werden.